镉(Cadmium，Cd)是一种具有高毒性、强迁移性与难降解性的重金属元素，矿区周边农田土壤Cd富集现象突出。水稻(Oryza sativa)作为我国主粮作物，对Cd存在较强的富集转运特性，可高效吸收土壤中的Cd并向籽粒迁移累积，极易造成稻米Cd含量超出食品安全限值，Cd沿食物链逐级富集后，将持续威胁人体健康[1]。因此，开展高效、绿色、适宜农田应用的Cd污染修复技术研究具有重要现实意义[2-3]。已有研究表明，土壤有效态Cd含量超过20 mg/kg即可显著抑制水稻生长，含量达50 mg/kg会造成严重毒害[4]。换土、电动修复、化学钝化等传统物化法修复技术存在成本高、易破坏土壤微生态、难以大面积推广等问题[5-6]，而微生物修复因环境友好、成本低廉、可持续性强[7]，已成为重金属污染农田治理的主流研究方向[8]。
近年来，国内外学者已从重金属污染土壤和植物根际分离出假单胞菌属(Pseudomonas)、芽孢杆菌属(Bacillus)、无色杆菌属(Achromobacter)、伯克霍尔德菌属(Burkholderia)、红球菌属(Rhodococcus)、链霉菌属(Streptomyces)等多种兼具耐Cd能力与植物促生功能的菌株[9]，部分菌株在实验室条件下Cd耐受浓度可达1 000 mg/L。陆君铭等[10]筛选的Achromobacter sp.A81可耐受800 mg/L Cd2+，兼具产1-氨基环丙烷-1-羧酸(ACC)脱氨酶、溶磷等多重植物促生特性，可有效缓解Cd对水稻的胁迫；李萍等[11]筛选的乙酰微小杆菌(Exiguobacterium acetylicum) TC13也表现出良好的耐Cd能力与环境适应性。但现有功能菌株仍存在田间定殖能力弱、功能稳定性差、Cd耐受能力与促生功能难以协同平衡等系列问题，影响菌株的应用效果[12]。针对目前微生物修复Cd污染土壤面临耐Cd、田间定殖能力与高效促生功能的本土菌株资源匮乏问题，本研究旨在挖掘适用于本土农田Cd污染环境的优良功能菌株，探究菌株对Cd胁迫下水稻生长的改善作用，为Cd污染农田微生物修复领域提供优质菌种资源与理论支撑。
1 材料与方法 1.1 材料 1.1.1 样品本研究筛菌所用土壤样品采自广西壮族自治区某矿区周边区域。供试水稻品种为“百香优125”，由广西百香高科种业有限公司提供。CdCl2储备液浓度为200 mg/mL，使用前通过0.22 μm滤膜进行除菌处理。营养土：全价育苗基质(有机质与腐殖质总质量分数＞50%，电导率0.5—2.0 ds/m，总孔隙度70%—80%，水浸提pH值5.5—6.5，阳离子交换量10—100 eq/m3)，购自长春赛世农业开发有限责任公司。Cd盆栽土：每盆2.5 kg营养土，加入CdCl2溶液使营养土中Cd2+浓度为120 mg/kg，每3天混匀搅拌一次，老化4周后用于水稻盆栽栽培[10]。C1菌悬液：将甘油保藏的菌株C1，以1%(V/V)的接种量接种至Luria-Bertani (LB)液体培养基培养，在35 ℃、200 r/min条件下振荡培养3 d，活化得到C1菌悬液。
1.1.2 培养基及主要试剂LB培养基、蒙金娜(Mongina)有机磷培养基和铬天青S (Chrome Azurol Sulphonate，CAS)检测培养基均购自青岛海博生物技术有限公司。Ashby无氮固体培养基、King氏培养基以及Salkowski比色液均参照《伯杰细菌鉴定手册》[13]配制。DF、ADF培养基参照文献[14]配制。细菌基因组DNA提取试剂盒购自天根生化科技(北京)有限公司。
1.2 方法 1.2.1 耐Cd菌株的分离、纯化从广西壮族自治区某矿区周边区域采集重金属污染土壤样品。称取5.0 g新鲜土壤样品，加入45 mL无菌蒸馏水，在35 ℃、200 r/min条件下振荡30 min，取上清液，用无菌蒸馏水梯度稀释至10-1、10-3、10-5，取各梯度上清液100 μL涂布于含100 mg/L Cd2+的LB平板上，35 ℃培养48—72 h，挑取大小、形状和颜色特征不同的单菌落，进行划线纯化。将纯化后的菌株接种于含有不同浓度Cd2+(200、400、600、800、1 000、1 200、1 400、1 600 mg/L)的LB固体培养基上进行Cd2+驯化[10, 15]，筛选出能在较高Cd2+浓度下稳定生长的菌株。
1.2.2 菌株的鉴定将活化后的菌株划线接种于LB平板，在35 ℃条件下培养24 h后，进行革兰氏染色并利用扫描电子显微镜(SEM，SPURA 55 SAPPHIRE，德国Carl Zeiss AG公司)观察菌株的表面形态和细胞形态[16-17]。参考《伯杰细菌鉴定手册》[13]对菌株进行生理、生化鉴定。先采用细菌基因组DNA提取试剂盒提取DNA，再使用通用引物27F(5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′)和1492R(5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′)扩增细菌16S rDNA基因。PCR产物经琼脂糖凝胶电泳检测后，送至生工生物工程(上海)股份有限公司测序。所得序列上传至EzBioCloud数据库(https://www.ezbiocloud.net/)进行BLAST多重序列比对，然后利用MEGA 11软件采用邻接法构建系统发育树，进行分子生物学鉴定[14]。
1.2.3 菌株环境耐受性的测定酸碱度耐受性：采用无菌HCl或NaOH溶液调整LB液体培养基的pH值分别为4、5、6、7、8、9、10、11，将各pH值梯度的LB液体培养基分装于无菌试管中后，以1%(V/V)的接种量接入C1菌悬液，并在35 ℃、200 r/min条件下振荡培养24 h。培养结束后测定各处理组600 nm处的光密度(OD600)值，反映菌体生长情况，并以未调节pH值(约为7)的LB液体培养基为对照。测定菌株C1的适应范围及适宜的pH值范围。
NaCl耐受性：LB液体培养基中加入不同浓度NaCl溶液(0、20、40、60、80、100 g/L)，接种C1菌悬液培养后测定各处理组的OD600值，分析菌株在盐胁迫条件下的耐受能力[16]。
1.2.4 扫描电子显微镜观察和能量色散光谱仪分析将获得菌株分别接种于含0、200 mg/L Cd2+的LB液体培养基中，培养3 d后收集菌体，并使用0.1 mmol/L PBS缓冲液(pH值为7.4)进行3次清洗，以去除培养基残留物及未结合的Cd2+；随后加入2.5%戊二醛对菌体进行固定处理，再依次用30%、50%、70%、90%的乙醇对菌体进行系列梯度脱水，每次15 min，最后使用100%乙醇脱水处理2次，每次20 min；样品进一步通过叔丁醇置换及冷冻干燥处理，以尽量保持菌体原有结构及表面形态[17]。将处理完成的样品固定于样品台上，并进行喷金处理后，使用SEM及能量色散光谱仪[EDS，Oxford X-MaxN51(XMX1004)，牛津仪器科技(上海)有限公司]对样品进行微观形态观察和元素分析。
1.2.5 菌株植物促生特性的研究采用Ashby无氮固体培养基培养菌株，通过菌株生长情况判断菌株的固氮潜力；利用蒙金娜有机磷培养基培养菌株，通过溶磷圈与菌落直径的比值评估菌株溶解有机磷的能力；以含0.1% L-色氨酸的King氏培养基培养菌株，采用Salkowski比色法测定菌株的吲哚乙酸(IAA)产量；采用CAS检测培养基培养菌株，依据橙色晕圈产生情况判断菌株产铁载体的能力[18]。参照Penrose等[19]的方法，将菌株分别接种于以(NH4)2SO4为唯一氮源的DF培养基和ACC为唯一氮源的ADF培养基，在35 ℃、200 r/min条件下培养72 h，观察其浑浊情况，通过2, 4-二硝基苯肼比色法测定α-酮丁酸含量，以表征ACC脱氨酶活性。
1.2.6 菌株对水稻Cd污染的缓解与促生效应的研究种子萌发试验：选取颗粒饱满、大小均一且无病虫害的水稻种子为试验材料。预处理步骤为使用75%乙醇溶液浸泡种子1 min初步消毒，随后转入5% NaClO溶液中处理15 min进一步杀灭附着微生物，消毒后用无菌蒸馏水冲洗5—6次。将预处理后的种子均匀摆放于铺有双层无菌滤纸的培养皿中，每皿20粒，种子间隔适当距离。试验共设4个处理(溶液设10 mL体系)：CK组(无菌蒸馏水)、C1组(C1菌悬液)、Cd组(10 mg/L Cd2+溶液)、Cd+C1组(10 mg/L Cd2+溶液与菌悬液的混合液)。每个培养皿加入5 mL对应处理液，并置于25 ℃恒温光照培养箱中培养。培养过程中每日补充适量无菌蒸馏水，以维持滤纸湿润但不过量积水，从而为种子萌发提供适宜环境[20]。恒温培养7 d后，对各处理组的种子萌发情况进行统计。种子萌发成功的指标为芽长＞1/2种子长，其中种子长＝根长。不同处理下水稻种子萌发率计算公式为种子萌发率＝(萌发种子数/总种子数)×100%[21]。
盆栽试验：挑选健康饱满的水稻种子，经预处理后，种至多孔穴盘(使用正常营养土)，覆膜培育至3叶1心期。选取长势一致的水稻秧苗，移栽至试验盆，分别浇灌稀释10倍后的C1菌悬液，接种量20 mL/kg。试验共设3个处理(每组3次重复)：空白对照组(营养土，加入50 mL无菌水)、Cd胁迫组(Cd盆栽土，加入50 mL无菌水)、Cd胁迫+菌株C1组(Cd盆栽土，加入50 mL C1菌悬液)。移栽4周后，整株采取样本，洗净根部，记录水稻的株高、根长、鲜重和干重数据[21]。
1.3 数据处理与分析本研究采用GraphPad Prism 10软件进行统计分析绘图。通过SPSS 22.0软件分析不同处理组之间的差异，确定各组之间的显著性差异(P＜0.05)。
2 结果与分析 2.1 耐Cd菌株的分离与筛选本研究从土壤样品中初分离得到16株形态各异的细菌菌株，经复筛纯化得到4株强耐Cd菌株，编号分别为C1、L2b、B5b和B1-8，各菌株在不同浓度Cd2+胁迫下的生长情况见表 1。其中菌株C1的Cd2+浓度耐受度最高，达1 400 mg/L，因此确定菌株C1为最优选菌株。
| 菌株编号 Strain number |
100 mg/L | 200 mg/L | 400 mg/L | 600 mg/L | 800 mg/L | 1 000 mg/L | 1 200 mg/L | 1 400 mg/L | 1 600 mg/L |
| C1 | +++ | +++ | +++ | +++ | ++ | ++ | ++ | + | - |
| L2b | +++ | +++ | +++ | +++ | ++ | ++ | + | - | - |
| B5b | +++ | ++ | ++ | + | + | + | - | - | - |
| B1-8 | ++ | ++ | + | + | - | - | - | - | - |
| Note: “+++” indicates normal growth (well-organized colonies within 3 d); “++” indicates fair growth (slow growth within 7 d); “+” indicates inhibited growth (sparse single colonies after 7 d); “-” indicates no growth (no colonies after 7 d). | |||||||||
2.2 菌株C1的鉴定 2.2.1 形态特征
菌株C1在LB平板上35 ℃培养24 h后，形成直径2—3 mm的圆形菌落。菌落呈乳黄色、不透明、表面光滑湿润、边缘整齐、微隆起[图 1(a)]。在液体LB培养基中，菌株C1均匀浑浊生长，培养后期管底有少量沉淀。革兰氏染色结果为阳性，镜检为短杆状，呈单个或成对排列，无鞭毛[图 1(b)]。菌株C1形态为杆状，菌体表面光滑，单细胞长约1.4 μm、宽约0.5 μm [图 1(c)]。
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| 图 1 菌株C1的形态特征 Fig.1 Morphological characteristics of strain C1 |
2.2.2 16S rDNA基因序列分析与系统发育学地位
分子生物学鉴定结果表明菌株C1与Cellulosimicrobium cellulans LMG 16121的序列相似性高达99.36%；系统发育树结果显示，菌株C1与C. cellulans LMG 16121聚集于同一分支中，且该分支的自展支持率为100%，同时与其他同属菌株呈明显分离状态，分支结构清晰且稳定，初步鉴定该菌株为C.cellulans，并命名为C.cellulans C1 (图 2)。
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| 图 2 菌株C1基于16S rDNA基因序列构建的的系统发育树 Fig.2 Phylogenetic tree of strain C1 based on 16S rDNA gene sequence |
2.2.3 生理、生化鉴定
生理、生化实验结果表明，菌株C1可广泛利用麦芽糖、果糖、木糖、纤维素等常见碳源；菌株C1可利用蛋白胨和酵母粉等有机氮源，也可利用组氨酸、苯丙氨酸、脯氨酸、赖氨酸等常见氨基酸，但无法利用天冬氨酸。此外，菌株C1具有硝酸盐还原能力，且可水解淀粉与几丁质，但在甲基红(MR)实验、Voges-Proskauer (VP)实验、柠檬酸盐利用、明胶液化及酪蛋白水解方面均呈阴性(表 2)。综合来看，菌株C1具有广泛的碳源、氮源利用能力，且具备一定的环境适应性与多糖降解潜力。
| 测试项目 Test item |
结果 Result |
测试项目 Test item |
结果 Result |
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| Maltose | + | Proline | + | |
| Fructose | + | Lysine | + | |
| Xylose | + | Tyrosine | + | |
| Mannose | + | Isoleucine | + | |
| Glucose | + | Threonine | + | |
| Raffinose | + | Valine | + | |
| Glycerol | + | Serine | + | |
| Trehalose | + | Leucine | + | |
| Mannitol | + | Yeast extract | + | |
| Arabinose | + | Tryptophan | + | |
| Galactose | + | Cysteine | + | |
| Lactose | + | Aspartic acid | - | |
| Ribose | + | Nitrate reduction | + | |
| Sucrose | + | Methyl red (MR) test | - | |
| Sorbitol | + | Voges-Proskauer (VP) test | - | |
| Rhamnose | + | Citrate utilization | - | |
| Cellulose | + | Gelatin liquefaction | - | |
| Histidine | + | Casein hydrolysis | - | |
| Phenylalanine | + | Starch hydrolysis | + | |
| Peptone | + | Chitin hydrolysis | + | |
| Note: “+” indicates positive reaction, “-” indicates negative reaction. | ||||
2.3 菌株C1的最适生长条件
菌株C1在pH值5.0—10.0范围内均能正常生长，其较适宜的生长区间为8.0—9.0，表明菌株C1在弱碱性条件下生长较好[图 3(a)]。在NaCl浓度方面，菌株C1可在NaCl浓度为0—100 g/L的条件下存活，当NaCl浓度为40 g/L时，菌株生长最好[图 3(b)]，表明菌株C1具有耐盐性，可用于盐碱地重金属污染土壤的修复。
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| The values presented are the mean of three independent experiments.Error bars represent the standard deviations of the mean.Different lowercase letters in the same column represent significant differences (P < 0.05). 图 3 pH值及NaCl浓度对菌株C1生长的影响 Fig.3 Effects of pH value and NaCl concertation on the growth of strain C1 |
2.4 SEM-EDS观察分析
当LB液体培养基中Cd2+浓度为0 mg/L时，菌株C1细胞呈现典型杆状，表面光滑且形态完整，细胞间无明显粘连或附着物[图 4(a)]；EDS分析显示，菌株C1中主要含有C、N、O、P、S元素，未检测到Cd信号。当LB液体培养基中Cd2+浓度为200 mg/L时，菌株C1细胞表面变得粗糙、凹凸不平，部分菌体出现皱缩、变形，细胞间发生明显粘连，周围出现少量颗粒物附着[图 4(b)]；EDS分析显示，在菌株C1中可检测到显著的Cd特征峰，Cd元素质量百分比为1.26%，原子百分比为0.15%。
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| (a) Strain C1 in the absence of Cd2+, (b) strain C1 exposed to 200 mg/L Cd2+. 图 4 Cd2+胁迫下菌株C1的SEM Fig.4 SEM of strain C1 under Cd2+ stress |
2.5 菌株C1的植物促生特性
植物促生能力检测结果显示，菌株C1仅在ACC脱氨酶活性检测中呈阳性，不具备产IAA和铁载体、溶磷、固氮的能力(表 3)。
| 检测项目 Test item |
结果 Result |
| IAA production | - |
| Siderophore production | - |
| ACC deaminase activity | + |
| Phosphate-solubilizing capacity | - |
| Nitrogen-fixing capacity | - |
| Note: “+” indicates positive reaction, “-” indicates negative reaction. | |
2.6 菌株C1对水稻Cd胁迫的缓解与促生效应 2.6.1 对水稻种子Cd胁迫的缓解与促生效应
水稻种子平均萌芽率结果(表 4)和萌发实验结果(图 5)显示，CK组的种子萌发率为78.75%，表明在正常条件下种子具有较好的活力。C1组的种子萌发率为70.00%，与CK组无显著差异，说明该菌株对水稻种子萌发无不良影响。Cd组的种子萌发率为20.00%，表明Cd胁迫对水稻种子萌发具有显著抑制作用。C1+Cd组的种子萌发率为52.50%，较Cd组显著提升，表明接种菌株C1可在一定程度上缓解Cd对种子萌发的抑制效应。
| 处理组 Treatment group |
平均萌发率/% Average germination rate/% |
平均胚芽长度/mm Average plumule length/mm |
| CK | 78.75±4.79a | 42.42±4.17b |
| C1 | 70.00±6.32ab | 23.04±1.45c |
| Cd | 20.00±3.16c | 7.68±0.33d |
| C1+Cd | 52.50±0.58b | 45.37±1.57a |
| Note: different lowercase letters in the same column represent significant differences (P＜0.05). | ||
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| 图 5 不同处理组的水稻种子萌发情况 Fig.5 Germination status of rice seeds in different treatment groups |
胚芽长度结果(表 4)显示，CK组平均胚芽长度为42.42 mm；Cd组平均胚芽长度降至7.68 mm，生长受到显著抑制。C1组平均胚芽长度为23.04 mm，高于Cd组但低于CK组；而C1+Cd组胚芽长度达到45.37 mm，显著高于CK组，表明菌株C1缓解了Cd对水稻苗期生长的抑制作用。
2.6.2 对苗期水稻Cd胁迫的缓解与促生效应盆栽试验表明，Cd胁迫组的水稻平均株高仅为125.01 mm，较空白对照组显著降低34.84%；Cd胁迫+菌株C1组的水稻平均株高为179.75 mm，较Cd胁迫组显著提升43.79%，基本恢复至空白对照组水平[图 6(a)]。Cd胁迫组的水稻平均根长仅为101.71 mm，较空白对照组显著降低21.76%；Cd胁迫+菌株C1组水稻平均根长为128.32 mm，较Cd胁迫组提升26.16%，表明菌株C1的加入可有效缓解Cd胁迫对水稻根系生长的抑制[图 6(b)]。
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| The values presented are the mean of three independent experiments.Error bars represent the standard deviations of the mean.Different lowercase letters in the same column represent significant differences (P < 0.05). 图 6 不同处理组苗期水稻的生长情况 Fig.6 Growth status of rice seedlings under different treatment groups |
生物量积累方面，Cd胁迫对水稻平均鲜重和平均干重的抑制作用最为显著，Cd胁迫组水稻平均鲜重仅为0.18 g，平均干重仅为0.06 g，较空白对照组分别降低72.66%、69.49%；而Cd胁迫+菌株C1组水稻平均鲜重恢复至0.41 g，较Cd胁迫组提升127.88%，达到空白对照组的64.06%平均干重恢复至0.18 g，较Cd胁迫组提升200.00%，达到空白对照组的90.00%，极大程度恢复了Cd胁迫下水稻的生物量积累[图 6：(c)、(d)]。
综合上述结果，Cd胁迫显著抑制苗期水稻的地上部分、根系生长及生物量积累，而接种菌株C1可有效缓解Cd对水稻的毒害效应，显著提升Cd胁迫下水稻的株高、根长、鲜重和干重，对水稻苗期生长具有良好的缓解与促生作用。
3 讨论农田土壤Cd污染具有高毒性、易迁移、难降解等特点，可通过土壤作物食物链途径威胁粮食安全与人体健康，研发环境友好、成本低廉、适配农田场景的微生物修复技术已成为当前农业环境治理的重要方向[6]。本研究从广西壮族自治区某矿区周边重金属污染土壤中分离获得的C.cellulans C1，可耐受Cd2+浓度达到1 400 mg/L，菌株C1对重金属环境具备较强的驯化与适应能力，优于多数已报道的菌株，例如陆君铭等[10]筛选的Achromobacter sp.A81可耐受800 mg/L Cd2+，李萍等[11]筛选的Exiguobacterium acetylicum TC13最高耐Cd浓度仅为600 mg/L Cd2+，均显著低于菌株C1的耐受水平，而Klebsiella sp.AW2[22]、Bacillus cereus C9[23]等功能菌株耐Cd阈值多集中在200—700 mg/L范围内。充分说明本研究获得的菌株C1在高Cd环境中更具生存优势，更适合在实际矿区污染土壤中定殖与发挥功能。
环境耐受性结果显示，菌株C1在pH值5.0—10.0及NaCl浓度0—100 g/L条件下均可正常生长，表明其对酸碱、盐胁迫均具有良好耐受性；此外，菌株C1还具有广泛的碳源、氮源利用能力。菌株C1的环境耐受性与多糖降解潜力，为其在重金属污染环境中的定殖与功能发挥提供基础条件[24]，使其可被应用于南方酸性土壤或矿区复合污染的农田修复[18]。多数耐Cd菌株最适生长酸碱度区间仅为中性至弱碱性(pH值6.5—8.0)，当土壤pH值低于5.5或NaCl浓度高于30 g/L时，耐Cd菌体细胞膜完整性受损，与Cd解毒相关基因的表达显著下调，使其在南方酸性红壤、矿区盐渍化农田中根际定殖效率大幅降低[25]。相比之下，菌株C1的广谱适应性不仅提升其在多变土壤环境中的存活率，更有利于其与土著微生物群落协同共存，避免外源菌株引入带来的生态风险[25]。
SEM-EDS结果直观证实，Cd胁迫下菌株C1细胞表面变得粗糙，部分细胞间发生明显粘连并附着含Cd2+颗粒，可见菌株C1在重金属胁迫下发生了明显的应激反应，且在菌株C1周围的颗粒状沉淀物中可检测到显著的Cd特征峰菌株。以上结果表明，菌株C1可能通过胞外吸附，阻止过多Cd2+进入水稻细胞造成危害，从而缓解高浓度Cd2+对水稻的毒害作用[24, 26]。这与纤维微菌属(Cellulosimicrobium)菌株通过化学吸附抵御重金属的报道[27]相符。但与Achromobacter sp.A81[10]可能是通过胞外聚合物吸附钝化重金属从而在细胞表面形成大量颗粒的机制不同。具体机制有待进一步使用傅里叶红外光谱(FTIR)、X射线光电子能谱(XPS)进行验证。
植物促生特性检测表明，菌株C1具ACC脱氨酶活性，这类功能的作用更偏向于植物胁迫状态的调节，而非直接营养供给[28]。在Cd胁迫环境中，植物通常会因逆境刺激产生大量乙烯，导致其衰老甚至死亡，而微生物菌株可通过产生ACC脱氨酶间接影响植物体内乙烯的合成过程，从而部分缓解Cd对植物生长的抑制[19]。例如Fernández-Llamosas等[29]通过异源表达ACC脱氨酶基因，显著提升Azoarcus sp.CIB对水稻Cd胁迫的缓解效果；Pramanik等[30]也证实，仅含ACC脱氨酶的Enterobacter即可显著降低水稻Cd毒害与活性氧积累。菌株C1虽不具备产IAA、铁载体、溶磷、固氮等能力，但其专一、稳定的ACC脱氨酶活性更适合以“缓解Cd胁迫”为目标的修复场景，避免多功能代谢冲突导致植物的田间稳定性下降[31]。
种子萌发与盆栽试验证实，Cd胁迫显著抑制水稻种子萌发与苗期生长，而接种菌株C1可明显提升水稻种子萌发率、株高、根长及生物量，说明该菌株可在体内解毒、体外固定、调控植物逆境生理等多个层面协同缓解Cd毒害。在Cd胁迫下，菌株C1可显著提升水稻种子萌发率；而无Cd胁迫仅存在菌株C1时，由于菌株C1产生ACC脱氨酶，导致水稻种子胚芽伸长被抑制，平均长度显著低于空白对照组，所以Cd胁迫反而会抵消菌株C1的胚芽抑制效应，从而表现出在Cd胁迫情况下菌株C1对Cd毒性具有缓解作用，但具体的信号通路机制有待进一步研究。目前关于纤维微菌属菌株用于水稻Cd污染修复的研究尚不多见，该研究结果丰富了耐Cd微生物资源库，也为纤维微菌属菌株在重金属污染农田中的应用提供了实验依据。但盆栽试验后，并未测定水稻植株的Cd2+含量，无法得知菌株C1是否能够有效阻止Cd2+进入水稻，后续应展开进一步研究。
综上所述，相较于其他通过多种植物促生特性联合作用缓解Cd胁迫，并单一促进植株生长的耐Cd菌株[32]，菌株C1通过生产ACC脱氨酶，调控植物体内的乙烯代谢，抑制其在Cd胁迫下过量积累，从而提高了宿主植物对Cd胁迫的抗性；且能够通过胞外吸附钝化Cd2+，在修复复合污染或重金属环境场景中具有一定应用潜力[33]。但本研究仅基于室内种子萌发试验与室外盆栽试验开展，对菌株在田间复杂环境下的定殖能力、长期稳定性及Cd迁移转化机制尚不明确。未来可结合田间试验、根际微生物组与转录组、代谢组分析，深入揭示菌株的耐Cd与促生分子机制，评价其田间应用效果与生态风险，推动该功能菌株在重金属污染农田绿色修复中的规模化应用。
4 结论本研究从广西壮族自治区某矿区Cd污染土壤中分离筛选到一株高耐Cd菌株C1，经形态学、生理生化及16S rDNA基因序列鉴定，确定该菌株为C.cellulans C1。菌株C1最高可耐受1 400 mg/L Cd2+，环境适应性强，可在pH值5.0—10.0及NaCl浓度0—100 g/L条件下正常生长，并能通过胞外吸附固定Cd2+。菌株C1仅具有ACC脱氨酶活性，可通过调控植物乙烯代谢途径缓解Cd胁迫造成的生长抑制，植物促生功能专一且稳定。通过SEM-EDS分析，Cd胁迫下菌株C1通过胞外吸附钝化Cd2+。种子萌发与盆栽试验结果表明，接种菌株C1可显著提高Cd胁迫下水稻种子的萌发率，有效缓解Cd对苗期水稻的株高、根长、鲜重和干重的抑制作用。本研究丰富了耐Cd微生物资源库，可为Cd污染农田微生物修复提供优良菌种与理论依据。
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